La remodelación de la cromatina 3D en la línea germinal modula la plasticidad evolutiva del genoma

Nature Communications volumen 13, número de artículo: 2608 (2022) Citar este artículo

4880 Accesos

5 citas

87 altmétrico

Detalles de métricas

El plegamiento de los cromosomas tiene profundos impactos en la regulación genética, cuyas consecuencias evolutivas están lejos de comprenderse. Aquí exploramos la relación entre la remodelación de la cromatina 3D en células germinales de ratón y los cambios evolutivos en la estructura del genoma. Utilizando un análisis computacional integral integral, (i) reconstruimos siete genomas de roedores ancestrales analizando secuencias del genoma completo de 14 especies representativas de los principales filogrupos, (ii) detectamos reordenamientos cromosómicos específicos de linaje y (iii) identificamos la dinámica de las estructuras y Propiedades epigenéticas de las regiones de punto de ruptura evolutiva (EBR) durante la espermatogénesis del ratón. Nuestros resultados muestran que los EBR carecen de roturas de doble hebra (DSB) del ADN meiótico programadas y de cohesinas meióticas en los espermatocitos primarios, pero están asociados en las células posmeióticas con sitios de daño del ADN y regiones funcionales de interacción de largo alcance que recapitulan configuraciones cromosómicas ancestrales. . En general, proponemos un modelo que integra la reorganización evolutiva del genoma con los mecanismos de respuesta al daño del ADN y la organización espacial dinámica del genoma de las células germinales.

Revelar la base genómica de la especiación es una de las principales prioridades de investigación en biología impulsada por la disponibilidad de una gran cantidad de recursos genómicos sin precedentes. La genómica comparada de especies de mamíferos tanto cercanas como lejanas ha revelado que las regiones genómicas implicadas en cambios evolutivos estructurales están agrupadas en regiones más propensas a romperse y reorganizarse1,2,3,4. En este contexto, las regiones de punto de ruptura evolutiva (EBR) se consideran regiones genómicas implicadas en cambios evolutivos estructurales que alteran las regiones sinténicas genómicas1,2,3,4. Al buscar el origen y las implicaciones funcionales de estos reordenamientos evolutivos, las investigaciones han señalado elementos repetitivos como posibles impulsores1,5,6, mientras que los cambios en la expresión genética causados ​​por la reorganización del genoma pueden proporcionar una ventaja selectiva a través del desarrollo de nuevos caracteres adaptativos específicos de linajes de mamíferos3,4,7,8,9. Dada la diversidad de factores asociados con las EBR, es muy poco probable que la composición de la secuencia de los genomas sea la única responsable de la inestabilidad genómica durante la evolución, y que la regulación del plegamiento del genoma 3D también sea un factor crítico8,10,11,12.

Los genomas de los mamíferos están empaquetados en una estructura de cromatina, cuya regulación depende de varias capas de organización superpuestas, incluidos territorios cromosómicos dentro de los cuales la cromatina se organiza en compartimentos (abiertos/cerrados), que a su vez constan de dominios topológicamente asociados (TAD) y ADN. bucles10,13,14. La caracterización de cómo han evolucionado la conformación de la cromatina y las interacciones ADN-proteína durante la diversificación de los mamíferos está proporcionando una nueva hipótesis interpretativa sobre los mecanismos responsables del origen de la arquitectura y la plasticidad del genoma10,15,16. Los loci distantes dentro del genoma interactúan de manera reguladora durante el ciclo celular12,14,15, afectando su función final y proporcionando así bases para explorar la dinámica de la composición del genoma, las relaciones evolutivas entre especies y, a largo plazo, la especiación. Esta visión ha sido unificada por el 'Modelo de Ruptura Integrativa', una hipótesis evolutiva interpretativa que postula que la permisividad de las regiones genómicas para reorganizarse puede ser determinada por la estructura de cromatina de orden superior10,11.

Como ocurre con cualquier cambio de estado evolutivo, las reorganizaciones cromosómicas que se originan en la línea germinal antes de la meiosis (proliferación de células germinales primordiales, espermatogonias y oogonias), durante la división meiótica (espermatocitos y ovocitos) o en etapas posmeióticas (es decir, espermátidas redondas) pueden transmitirse a las generaciones siguientes. En tales casos, las reorganizaciones cromosómicas pueden reducir el flujo de genes y potencialmente contribuir a la especiación mediante la supresión de la recombinación en las regiones reorganizadas entre poblaciones cromosómicamente diferentes pero contiguas16,17,18,19. Los bajos niveles de recombinación podrían conducir a una alta divergencia y fijación de nuevas mutaciones en estas regiones20 que, combinadas con la presencia de genes relacionados con presiones evolutivas específicas de cada especie, pueden reforzar el valor adaptativo de los EBR en la línea germinal8. El trabajo teórico ha sugerido que se producirían reordenamientos hereditarios en regiones genómicas que son accesibles en las células germinales y/o en las primeras etapas de desarrollo de los totipotentes10, destacando la existencia de un papel restrictivo de los EBR en la línea germinal que necesita más investigación.

Durante la espermatogénesis pueden surgir diferentes fuentes de posibles alteraciones estructurales genómicas: (i) formación y reparación mediante recombinación homóloga (HR) y recombinación homóloga no alélica (NAHR) de roturas de doble cadena (DSB) meióticas programadas catalizadas por SPO11 en las primeras etapas de la profase I (es decir, espermatocitos primarios en las etapas de leptoteno y paquiteno)21, (ii) no disyunción e impulso meiótico en la meiosis I y II22, (iii) formación y reparación mediante unión de extremos de ADN no homólogos (NHEJ) o terminación mediada por microhomología unión (MMEJ) de DSB generadas en etapas posteriores de la espermatogénesis (es decir, espermátidas redondas)23,24 y (iv) reparación cigótica de SSB (roturas de una sola cadena) y DSB generadas por daño oxidativo en espermatozoides maduros25. Además, existe un ajuste entre la remodelación de la cromatina, las proteínas arquitectónicas y la expresión de genes específicos de cada célula durante la espermatogénesis12,16,26,27 que puede afectar los resultados potenciales del daño genético en la línea germinal. Sin embargo, no se sabe cuál de estas fuentes contribuye más a la formación de reorganizaciones cromosómicas evolutivas transmisibles.

Aquí investigamos cómo el plegamiento del genoma 3D se relaciona con las características funcionales y epigenéticas de las reorganizaciones cromosómicas evolutivas en la línea germinal del ratón. Para hacerlo, (i) reconstruimos genomas de roedores ancestrales analizando secuencias del genoma completo de 14 especies de roedores representantes de los principales filogrupos, (ii) detectamos reordenamientos cromosómicos específicos de linaje e (iii) identificamos la dinámica de las propiedades estructurales y epigenéticas de EBR a través de la espermatogénesis de ratón mediante la aplicación de análisis computacionales integrativos.

Encontramos que los EBR están ubicados en ambientes de cromatina que se vuelven más accesibles a medida que avanza la meiosis, especialmente en las etapas posmeióticas. Además, nuestros resultados muestran que los EBR carecen de DSB meióticos programados y cohesinas meióticas en los espermatocitos primarios, pero están asociados con regiones funcionales de interacción de largo alcance y sitios de daño del ADN en células posmeióticas. En general, proponemos un modelo que integra la reorganización evolutiva del genoma con los mecanismos de respuesta al daño del ADN y la organización espacial dinámica del genoma de las células germinales. Como tal, detectamos la presencia de interacciones de largo alcance en espermátidas que recapitulan asociaciones sinténicas evolutivas presentes en el ancestro Muridae. Nuestros resultados sugieren que la organización del genoma tridimensional de las células posmeióticas (es decir, las espermátidas) contribuye de manera importante a la formación de reorganizaciones cromosómicas evolutivas transmisibles.

Para evaluar la reorganización evolutiva de los genomas de roedores, utilizamos DESCHRAMBLER28 con 14 conjuntos de genomas a nivel de cromosomas de Rodentia y dos grupos externos (humanos y conejos) (Tabla complementaria 1). Las especies de roedores incluidas en el estudio eran representantes de los principales filogrupos, con números diploides que oscilaban entre 22 y 72 cromosomas. Primero definimos los fragmentos de cromosomas ancestrales reconstruidos (RACF) para siete ancestros en el linaje de roedores (Muridae, Eumuroidea, Muroidea, Myodonta, Mouse Clade, Mouse Clade + Ctenohystricia y Rodentia) (Fig. 1 y Fig. 1 complementaria). Después de la curación manual (ver Métodos), el número final de RACF varió de 26 en el ancestro Eumuroidea a 35 en el clado Mouse y los ancestros Myodonta (Tabla 1). La cobertura del genoma del ratón varió desde el 92,92% en el ancestro Rodentia hasta el 97,71% en el ancestro Muridae (Tabla 1).

Un árbol filogenético construido a partir de los tiempos de divergencia por pares entre el ratón doméstico y cada una de las especies de roedores permite reconstruir los cariotipos de siete ancestros desde Rodentia hasta el ratón. Para cada nodo se muestran los reordenamientos cromosómicos entre los ancestros: en azul el número de inversiones, en rojo el número de reordenamientos intercromosómicos. Los puntos de color verde indican linajes ancestrales; los puntos azules representan ancestros recientes (Muridae, Eumoroidea, Muroidea y Myodonta, respectivamente). El rojo representa el ratón. B Cariotipos ancestrales reconstruidos para los ancestros Rodentia, Muroidea y ratón, coloreados según Rodentia RACF. Los RACF más pequeños (menos de 26 Mb) se muestran como un cromosoma no colocado (Un). C Comparación por pares entre los ancestros Eumuroidea y Muridae. Cada cinta representa los fragmentos sinténicos entre los antepasados, las cintas inclinadas indican inversiones. Los fragmentos sinténicos están coloreados según Rodentia RACF. Abreviaturas: hace MYA millones de años, fragmentos no colocados.

Dado que nuestro enfoque predice RACF que en algunos casos pueden no representar cromosomas ancestrales completos, estimamos el número de cromosomas ancestrales como aquellos RACF ≥ 26 Mbp, la longitud del cromosoma más pequeño en los ensamblajes utilizados29 (ver Métodos). Nuestros resultados predijeron el mismo número de cromosomas ancestrales en Eumuroidea (complemento haploide, n = 24), uno más en los ancestros Rodentia (n = 26) y Muroidea (n = 27), y uno menos en Muridae (n = 24) que informado previamente mediante comparaciones citogenéticas (Tabla 1). A pesar de estas diferencias, nuestros resultados recuperan la gran mayoría de las asociaciones sinténicas en el ancestro Muridae reportadas previamente utilizando el genoma del ratón (Mus musculus domesticus, MMU) como referencia. En particular, pudimos detectar siete asociaciones sinténicas (MMU7/19, MMU5/11, MMU16/11, MMU13/15, MMU2/13, MMU1/17 y MMU17/10), con la excepción de MMU12/17. La alta resolución proporcionada por nuestro enfoque comparativo genómico, que permitió la identificación de pequeños reordenamientos, nos permitió detectar tres asociaciones sinténicas en el ancestro Muridae (MMU5/6, MMU11/17 y MMU5/12) no descritas previamente mediante citogenética (Figura 1 complementaria). ). Para los ancestros de Eumuroidea y Muroidea, nuestros datos recuperan 7/8 asociaciones sinténicas, lo que indica un alto grado de acuerdo entre metodologías (Figura 1 complementaria).

Utilizando el genoma del ratón como referencia, nuestro enfoque genómico nos permitió identificar un total de 232 EBR considerando todos los linajes (Tabla 1). Los tamaños de EBR variaron entre 2 pb y 3,7 Mbp con un tamaño medio de 21,5 Kbp (Figura 2 complementaria). Estos EBR están ubicados en regiones densas en genes (prueba de permutación basada en 10.000 permutaciones, puntuación z 7,46, valor de p 0,001) y co-localizados con elementos transponibles, en particular ERV (prueba de permutación basada en 10.000 permutaciones, puntuación z 4,57, p valor 0,001, tabla complementaria 2). Se ubicaron un total de 2524 genes dentro de los EBR y se enriquecieron en términos de ontología genética (GO) relacionados con la respuesta inmune [134 genes, tasa de descubrimiento falso (FDR) 7.18E-36] y silenciamiento de la cromatina (11 genes, FDR 0.00925) (Suplementario Fig. 3).

Posteriormente, clasificamos filogenéticamente las EBR según el linaje ancestral en el que ocurrieron, desde 4 a 75 EBR en el ancestro Rodentia y Muroidea, respectivamente (Tabla 1). Utilizando los EBR identificados, luego calculamos las tasas de reordenamiento como el número de EBR por longitud de rama entre ancestros en millones de años (My), que oscilan entre 0,40 y 27,27 EBR/My en el ancestro de todos los roedores y el ancestro del clado del ratón, respectivamente ( Tabla 1 y Fig. 1). El ancestro del clado del ratón mostró una tasa de reordenamiento cromosómico más alta que la tasa promedio esperada de reordenamiento cromosómico (3,18 EBR/My, prueba de χ2, valor de p <0,001). Los EBR se clasificaron además según si delimitan los EBR con inversión (N = 128) o sin inversión (N = 104), si están asociados con una fusión o fisión, y finalmente se agruparon en ancestrales (N = 44), recientes (N = 134) o EBR específicos de ratón (N = 54), ya sea que ocurrieron antes o después de la división de Myodonta, o que estén presentes de manera única en el genoma del ratón (Tabla 1).

Luego determinamos el número y el tipo de reordenamientos cromosómicos presentes en cada ancestro que va desde el ancestro Rodentia hasta el ratón. Se identificaron un total de 240 reordenamientos cromosómicos compuestos de intercromosomas (fisiones y fusiones) (N = 129) e inversiones (N = 111) en siete ancestros diferentes (Fig. 1 y Tabla 2). En todos los linajes ancestrales se produjeron reordenamientos intercromosómicos e intracromosómicos. Se produjeron siete inversiones y 10 fusiones/fisiones entre los ancestros Eumuroidea y Muridae; mientras que 22 inversiones y 32 fusiones/fisiones caracterizaron la reorganización evolutiva entre el ancestro del clado Mouse y Myodonta (Tabla 2), consistente con la tasa de reorganización más alta en el clado (Figura 4 complementaria).

Nuestras reconstrucciones ancestrales nos permitieron caracterizar las regiones genómicas que se mantuvieron sinténicas durante 73 millones de años de evolución de roedores (bloques sinténicos homólogos multiespecíficos, msHSB). Identificamos un total de 26 msHSB que cubren el 11,1% del genoma del ratón, con un tamaño que oscila entre 513 Kbp y 45,68 Mbp con una longitud promedio de 11,61 Mbp. Al menos un msHSB estaba presente en cada cromosoma de ratón, excepto en MMU4, MMU5, MMU7, MMU9 y MMU14, lo que indica que estos cromosomas están altamente reordenados. Se ubicaron un total de 5282 genes dentro de msHSB, enriquecidos en términos GO relacionados con el transporte mitocondrial (190 genes, FDR 0.006) y la detección de estímulos (1372 genes, FDR 9.7e-24) (Figura complementaria 5).

Para investigar la relación entre los EBR y la estructura de la cromatina de las células germinales masculinas de ratón, primero analizamos el panorama de la organización de la cromatina de orden superior durante la espermatogénesis (Fig. 2A). Con ese objetivo, volvimos a analizar los datos epigenéticos de cromatina disponibles30 para espermatogonias (premeióticas), espermatocitos primarios (meióticos) y espermátidas redondas (postmeióticas) utilizando tres marcas de histonas: modificaciones de histonas asociadas activas H3K4me3 y H3K27ac, y una histona asociada reprimida. modificación (H3K27me3) (Tabla complementaria 3). Para evitar sesgos metodológicos, utilizamos conjuntos de datos ChIP-seq disponibles para los tres tipos de células (espermatogonias, espermatocitos primarios y espermátidas redondas) recuperados del mismo estudio experimental (ver Métodos). El porcentaje del genoma cubierto por cada histona varió ligeramente entre los tipos de células. H3K4me3 osciló entre 1,3 y 4,6% en espermatogonias y espermátidas redondas, H3K27me3 entre 1,7% y 3,8%, mientras que H3K27ac entre 1,1% y 1,3% del genoma del ratón, respectivamente.

Una representación esquemática de la espermatogénesis del ratón. Adaptado de 49,70. Los números diploides (2n) y haploides (n) se indican para cada tipo de célula, así como el número de cromátidas por cromosoma (4c, 2c o c). B Estados de cromatina ChromHMM basados ​​en las marcas H3K27me3, H3K4me3 y H3K27ac. Los números de la tabla indican el porcentaje de cobertura del genoma para los estados de cromatina en los tres tipos de células analizadas (espermatogonias, espermatocitos primarios y espermátidas redondas). Se encontraron un total de 6 estados principales de cromatina, incluido el fondo (estados 1, 3 y 7; gris), activo (estado 2; rojo), reprimido (estado 4; azul), preparado (estados 5; morado y 8; rosa). y trivalente (estado 6; amarillo). C Gráficos aluviales que representan las transiciones de los estados de la cromatina desde las espermatogonias hasta los espermatocitos primarios y las espermátidas redondas. Los estados de cromatina 1, 3 y 7 del panel (B) se fusionaron en el estado 0 (fondo). D Mapas de calor específicos de la región del cromosoma 13 con una resolución de 50 kbp (de 55 Mbp a 65 Mbp), para los tres tipos de células que representan la señal del compartimento (A, B), estados de cromatina, H3K4me3, H3K27ac, H3K27me3, RNA-seq (representado como log FPKM), CTCF y picos de cohesina (REC8 y RAD21L) y ATAC-seq. Las ubicaciones genómicas de los EBR se muestran (resaltado salmón) en cada tipo de célula. Abreviaturas: regiones de punto de interrupción evolutivo de EBR, fragmentos de FPKM por kilobase de transcripción por millón de fragmentos mapeados.

Usando ChromHMM, creamos un modelo de estado de cromatina con una resolución de 200 pb definido por ocho estados de cromatina diferentes (de E1 a E8) en espermatogonias, espermatocitos primarios y espermátidas redondas (Fig. 2B y Tabla complementaria 4). Los estados E1, E3 y E7 fueron dominantes, cubriendo el 48,9%, 78,5% y 82,3% del genoma del ratón, en espermátidas redondas, espermatocitos primarios y espermatogonias, respectivamente. Como los tres estados de cromatina E1, E3 y E7 tenían una cobertura baja de marcas de histonas, se clasificaron como estado de fondo (E0) (Fig. 2B). El estado activo E2 (enriquecido en H3K27ac), aumentó de una cobertura del 1,1% del genoma en las espermatogonias al 26,4% en las espermátidas redondas (Fig. 2B). El estado E4, sin embargo, estuvo dominado por la marca de cromatina represiva H3K27me3, que abarca entre el 0,31% y el 5,11% del genoma en las espermatogonias y las espermátidas redondas, respectivamente. En cuanto a la cromatina preparada (estados E5 y E8 con marcas H3K27me3 y H3K4me3) abarcó desde el 13,7% en las espermatogonias hasta el 2,92% en las espermátidas redondas; mientras que el estado E6 (etiquetado como cromatina trivalente que muestra las tres marcas de histonas) cubrió del 0,07% al 2,94% en las espermatogonias y las espermátidas (Fig. 2B).

Para evaluar la dinámica de las transiciones del estado de la cromatina a lo largo de la espermatogénesis, comparamos la transición de los estados de la cromatina de las espermatogonias a los espermatocitos y luego a las espermátidas redondas para una región genómica determinada (Fig. 2C). Esto nos permitió investigar qué regiones del genoma del ratón se activan o reprimen durante la espermatogénesis. Para ello, se compararon regiones genómicas con una resolución de 200 pb definidas por seis estados de cromatina diferentes (E0, E2, E4, E5, E6 y E8) entre los tres tipos de células (espermatogonias, espermatocitos primarios y espermátidas redondas). Esto nos dio un total de 192 combinaciones de tipo celular y estado de cromatina, con 34 combinaciones que cubren en total >98% del genoma con al menos un 0,1% cada una. También se incluyó el estado trivalente con las tres marcas de histonas (E6-E6-E6), lo que representa una cobertura del 0,029% del genoma del ratón y hace un total de 35 combinaciones estudiadas (Fig. 2C, Fig. 6 complementaria y Tabla complementaria 5). .

Al comparar el porcentaje de cobertura de cada cromosoma de ratón para cada una de las 34 combinaciones de estados de cromatina más frecuentes, detectamos que los autosomas tienen una cobertura diferente de los estados de tres tipos de células que los cromosomas sexuales, siendo el estado E0-E0-E0 el que tiene la mayor cobertura. que van desde el 45,43% en el cromosoma 11 al 62,24% en el cromosoma 3 (Figura 6 complementaria). Para los cromosomas sexuales, el estado E0-E0-E2 tuvo la mayor cobertura (44,71% en el cromosoma X y 50,76% en el cromosoma Y). El estado E5-E0-E0 fue menor en los cromosomas sexuales (X: 1,43% e Y: 0,31%) en comparación con un promedio de 6,51% en los autosomas. El estado E5-E0-E2 disminuyó en el cromosoma Y con una cobertura del 0,4% en comparación con un promedio del 2,3% en los autosomas. En cambio, el estado E0-E0-E8 aumentó en el cromosoma Y en un 3,44% en comparación con un promedio del 1,4% en los autosomas.

Detectamos que la mayor parte del genoma (54,45%) permaneció en el mismo estado de cromatina de fondo (E0-E0-E0) durante la espermatogénesis (Figura 6 complementaria). Esto contrasta con la pequeña proporción del genoma que se mantiene activo (0,084% en E2-E2-E2), preparado (0,20%, E8-E8-E8 y E5-E5-E5 < 0,001%), trivalente (0,029% E6 -E6-E6) o reprimida (0,12%, E4-E4-E4) en los tres tipos celulares. Sorprendentemente, el 41,09% del genoma cambió el estado de la cromatina durante la espermatogénesis, siendo E0-E0-E2 la transición más común (cobertura del 21,9%), seguida de E5-E0-E0 (cobertura del 6%). Durante la espermatogénesis, el 25,8% del genoma se activó, mientras que solo el 4,49% y el 1,94% pasaron a estados reprimidos o equilibrados (Fig. 2C). Por el contrario, un total del 2,56% del genoma del ratón se volvió trivalente en las espermátidas. Como se esperaba, tanto los cromosomas X como los Y se enriquecen en estados de cromatina "cerrados" (Figura 6 complementaria), ya que están sujetos a la inactivación de los cromosomas sexuales meióticos (MSCI) durante la profase I y a la cromatina sexual posmeiótica (PMSC) en espermátidas redondas12,31. .

A continuación, integramos las posiciones del genoma de los EBR con estados de cromatina y conjuntos de datos estructurales que incluyen datos Hi-C, CTCF, cohesinas meióticas (REC8 y RAD21L), islas CpG, sitios de inicio de la transcripción (TSS), ATAC-seq y RNA-seq (ver Métodos ) (Figura 2D). En particular, analizamos la dinámica de plegamiento del genoma en 3D (compartimentos A/B y TAD) utilizando mapas Hi-C publicados generados para espermatogonias, espermatocitos primarios y espermátidas redondas12 y los comparamos con la dinámica del paisaje epigenético (sección anterior). Además, se incluyeron sitios de unión de CTCF y cohesinas meióticas para espermatocitos primarios y espermátidas redondas12. Las asociaciones de todo el genoma de diferentes conjuntos de datos se evaluaron mediante pruebas de permutación (ver Métodos).

Primero estudiamos el panorama epigenético de los EBR, evaluando la ubicación conjunta de los 35 estados de tipo de tres células con las posiciones genómicas de los EBR utilizando una prueba de permutación de múltiples asociaciones (ver Métodos). Sorprendentemente, los EBR están asociados negativamente (prueba de permutación basada en 10.000 permutaciones, puntuación z normalizada −0,05, p < 0,05) con el estado de fondo (E0-E0-E0), pero altamente asociados (prueba de permutación basada en 10.000 permutaciones, z normalizada). -puntuación > 0,01, p < 0,05) con cromatina activa o equilibrada (Fig. 3A y Fig. 7 complementaria). Esta asociación fue más fuerte con los estados que realizan la transición a E6 y E8 en las espermátidas (puntuación z normalizada > 0,05, p < 0,05), particularmente con aquellas EBR que ocurrieron en el linaje de ratones, lo que sugiere que las EBR ocurren en entornos de cromatina propensos a cambios rápidos durante espermatogénesis.

A Heatmaps obtenidos por regióneR (multicomparación) que muestran correlaciones entre diferentes EBR (ancestrales, recientes y específicos de ratón) y transiciones de estado de cromatina entre estados de cromatina (E) en espermatogonias, espermatocitos primarios y espermátidas redondas. B Mapas de calor obtenidos por regióneR (multicomparación) que muestran correlaciones entre diferentes EBR (ancestrales, recientes y específicos de ratón) y límites TAD, compartimentos A, cambio de compartimento (de A a B y viceversa), islas CpG, sitios de inicio de transcripción (TSS) en los tres tipos de células. Se incluyeron CTCF, cohesinas (RAD21L y REC8) y ATAC-seq tanto para los espermatocitos primarios como para las espermátidas redondas. Los espermatocitos primarios también incluyeron sitios PRDM9 (Tipo I y II) y sitios DMC1. Las espermátidas redondas incluían DSB posmeióticas. C Metagráficos de interacción que representan puntuaciones de aislante para TAD y EBR en cada tipo de celda. D Modelo de trabajo que representa la disposición del plegamiento del genoma (bucles y compartimentos de ADN) en relación con cohesinas, CTCF, DSB meióticos y EBR. En el caso de los espermatocitos primarios, los bucles de ADN sobresalen de los ejes cromosómicos y los DSB meióticos se encuentran dentro de los TAD en los compartimentos A; Los EBR están asociados con los límites de TAD. En el caso de las espermátidas redondas, los EBR están asociados con DSB posmeióticos dentro de los TAD en los compartimentos A. Abreviaturas: regiones de punto de interrupción evolutivo de EBR, dominios topológicos asociados de TAD, roturas de doble cadena de DSB, fragmentos de FPKM por kilobase de transcripción por millón de fragmentos mapeados.

Para investigar más a fondo los paisajes de cromatina lábil, analizamos el contenido genético de esos tres estados de tipos de células asociados con los EBR. Un total de 10.925 genes codificadores de proteínas únicos estaban presentes en las regiones E6 y E8 de las espermátidas. El análisis de enriquecimiento de GO (enriquecimiento ≥1,5 veces y FDR <0,5) identificó términos GO relacionados con la localización de proteínas en la unión celular y la desfosforilación de proteínas (1,79 y 1,55 veces), así como el desarrollo de dendritas y la regulación del ensamblaje de orgánulos (1,57 y 1,51 veces).

A nivel estructural bruto, los EBR se asociaron con regiones que alteraron su estado durante la espermatogénesis (todas las asociaciones basadas en una prueba de permutación múltiple basada en 10.000 permutaciones, puntuación z normalizada > 0,01, p < 0,05) (Fig. 3A y Fig. 7 complementaria) . En particular, los EBR están asociados con el compartimento B "cerrado" en las espermatogonias premeióticas, pero con el compartimento A "abierto" en los espermatocitos meióticos y las espermátidas posmeióticas (Fig. 3B y Fig. 7 complementaria). De acuerdo con esto, los EBR están asociados con ambientes de cromatina "cerrados" (E0, E4, E5) en espermatogonias y ambientes de cromatina "abiertos" (E2, E6, E8) tanto en espermatocitos primarios como en espermátidas redondas. También a un nivel estructural más fino, los EBR están asociados con regiones que sufren remodelación estructural, estando asociados con límites de TAD en espermatogonias y espermatocitos, pero ubicados dentro de TAD en espermátidas redondas (Fig. 3B y Fig. 7 complementaria). Aunque los EBR se asociaron con TSS, estas regiones no presentan altos niveles de expresión en las espermatogonias, pero se expresan más en las espermátidas redondas (prueba de Mann-Whitney, p <2.2e-16) (Figura 8 complementaria). En general, nuestros resultados sugieren que los EBR se localizan preferentemente en regiones genómicas que se vuelven accesibles a medida que avanza la espermatogénesis. Además, los reordenamientos evolutivos no deberían alterar las estructuras TAD en las espermatogonias o los espermatocitos, pero pueden hacerlo en las espermátidas redondas.

A continuación, investigamos si la arquitectura cromosómica meiótica tenía influencia en la distribución de EBR en los espermatocitos primarios. Para ello, es importante considerar que los cromosomas meióticos se organizan en bucles de ADN anclados a los ejes cromosómicos formados por el complejo sinaptonémico (SC) durante la profase I, una estructura proteica con morfología tipo cremallera que media la sinapsis de cromosomas homólogos32. El SC establece el contexto en el que tiene lugar la sinapsis y la recombinación entre homólogos, uniendo cromátidas hermanas dentro de los componentes laterales del eje SC mediante cohesinas meióticas, como REC833 y RAD21L34. Es importante destacar que, si bien los DSB meióticos pueden ocurrir en los bucles de ADN, se reparan en el contexto de los ejes cromosómicos. Como la longitud del eje cromosómico se correlaciona inversamente con el tamaño de los bucles de cromatina que emergen del SC35, el número y la distribución de DSB por cromosoma está relacionado con la organización estructural del genoma durante la meiosis22,36.

En la búsqueda de la plasticidad evolutiva de la arquitectura cromosómica meiótica, realizamos pruebas de permutación (basadas en 10.000 permutaciones) para evaluar la asociación entre los EBR y la posición genómica de los sitios DMC1 y PRDM9 junto con diferentes características meióticas estructurales como las cohesinas meióticas (RAD21L y REC8). en espermatocitos primarios. Es importante destacar que detectamos que los EBR se asociaron negativamente con los sitios DMC1 y PRDM9 (Fig. 3B). Los EBR también se asociaron negativamente con las cohesinas meióticas (RAD21L y REC8) tanto en los espermatocitos primarios como en las espermátidas redondas (Fig. 3A). Aunque los EBR se correlacionaron con entornos de cromatina "abiertos" en los espermatocitos primarios (es decir, E0-E6-E6 y E8-E8-E6) (Fig. 3A), estas regiones no se asociaron con cohesinas (Tabla complementaria 6). Como las cohesinas son partes estructurales necesarias de los bucles de ADN unidos a los ejes cromosómicos y la formación y reparación de DSB están estrechamente reguladas durante la meiosis, nuestros resultados sugieren la presencia de una selección purificadora para la aparición de reorganizaciones cromosómicas a gran escala en la línea germinal (Fig. 3C, D). Estos resultados están en línea con observaciones previas de una reducción de las tasas de recombinación en los EBR3,8,18.

Como se encontraron reordenamientos evolutivos asociados preferentemente con regiones genómicas que se vuelven accesibles a medida que avanza la espermatogénesis, posteriormente analizamos la aparición de EBR en el contexto de células posmeióticas (es decir, espermátidas redondas). Las espermátidas son células haploides con genoma muy compactado (la mayoría de las histonas son reemplazadas por protaminas), por lo que están sometidas a presiones mutacionales únicas. Estos incluyen los DSB formados (potencialmente como resultado de la actividad de la topoisomerasa II) para aliviar la torsión de la hélice del ADN. Como las espermátidas redondas carecen de una plantilla para la reparación dirigida por homología, las DSB deben repararse mediante métodos propensos a errores como NHEJ o MMEJ23,37.

Utilizando datos disponibles públicamente (ver Métodos), identificamos un total de 151.732 puntos críticos de DSB en espermátidas (de ahora en adelante DSB posmeióticos), que cubren el 1,49% del genoma del ratón. Las regiones que contienen DSB posmeióticas oscilaron entre 146 pb y 6662 pb, con una media y una mediana de 267 pb y 213 pb, respectivamente. La ubicación de estos DSB posmeióticos en el genoma del ratón se correlacionó con el tamaño del cromosoma (correlación de Pearson, r2 = 0,68, p = 0,00074), y los cromosomas más largos acumularon más DSB que los más cortos, excepto en el chrY (cobertura del 3,51%) (Suplementario). Figura 9). Además, los DSB posmeióticos también se asociaron con contenido repetido en cada cromosoma (correlación de Pearson, r2 = 0,78, p = 0,00003). Específicamente, los DSB posmeióticos se ubicaron conjuntamente con los elementos transponibles L1Md_T y L1Md_A (análisis GAT, 1000 permutaciones con 12,6 y 11,1 veces, p = 0,001).

A nivel epigenético y estructural, detectamos que los DSB posmeióticos tienden a ocurrir en regiones genómicas desprovistas de modificaciones epigenéticas (estado E0-E0-E0). Es decir, los DSB tienden a ser excluidos de los paisajes epigenéticos activos o equilibrados en las espermátidas redondas (Figura complementaria 7). Además, los DSB posmeióticos se asociaron negativamente con los compartimentos A (prueba de permutación múltiple basada en 10.000 permutaciones, puntuación z normalizada −0,06, p <0,05) y límites TAD en espermátidas redondas (puntuación z normalizada −0,07, p <0,05). ). Sorprendentemente, los puntos críticos de DSB posmeióticos se correlacionan positivamente con los EBR (puntuación z normalizada 0,06, p <0,05, Fig. 3B y Fig. complementaria 7), lo que sugiere que los EBR están ubicados en el subconjunto de DSB que se producen en la cromatina abierta en ronda. espermátidas. Por lo tanto, nuestros resultados indican que los reordenamientos genómicos transmisibles ocurren preferentemente dentro de regiones genómicas accesibles que sufren daños en el ADN en las células posmeióticas (Fig. 3D).

Un análisis refinado de mapas Hi-C cromosómicos específicos reveló la existencia de regiones genómicas que participan en interacciones intracromosómicas de largo alcance específicas de células en espermátidas redondas que estaban ausentes en las espermatogonias y los espermatocitos primarios. Llamamos a estas regiones 'intra-LRI' (interacciones intracromosómicas de largo alcance) y detectamos la presencia de 36 intra-LRI específicas de espermátidas redondas distribuidas en los cromosomas 1, 3, 4, 5, 7, 9, 12, 13, 17 y 19 (Fig. 4 y Tabla complementaria 7) que varían en tamaño desde 0,5 Mbp a 2,05 Mbp (tamaño medio = 0,8 Mbp). La distancia promedio entre intra-LRI fue de 24,2 Mbp, y las interacciones fueron no transitivas, es decir, la presencia de interacciones A ↔ B y A ↔ C no implica una interacción directa B ↔ C, y un único “hub” intra-LRI fue de 24,2 Mbp. LRI podría interactuar con dos o más intra-LRI "radiológicos" en el mismo cromosoma (Tabla complementaria 8).

Una corrección iterativa y matrices Hi-C corregidas por descomposición de vectores propios (ICE) para el cromosoma 19 con una resolución de 100 kpb para los tipos de células analizados. Las líneas de color azul intenso indican contenedores no asignados. Las interacciones de largo alcance están resaltadas (cuadrado amarillo) en las espermátidas redondas. B Gráfico Circos del genoma del ratón que representa los diferentes tipos de EBR identificados (Mouse, Muridae, Eumuroidea, Muroidea, Myodonta, Rodentia, Mouse Clade y Mouse Clade + Ctenohystricia específicos) y las interacciones de larga duración (LRI). Los LRI que contienen genes expresados ​​diferencialmente (DEG) se muestran en verde. C Ejemplo representativo de interacciones intracromosómicas de largo alcance en una región específica del cromosoma 19 (de 14 a 45 Mbp) en espermátidas redondas de ratón. Se muestran diferentes características genómicas: compartimentos A/B (en espermatogonias y espermátidas redondas), estados de cromatina, picos H3K4me3, picos H3K27ac, picos H3K27me3, RNA-seq (representado como log FPKM), picos CTCF y picos de cohesina (REC8 y RAD21L). . Se muestran las ubicaciones genómicas de los EBR (resaltado salmón) y las interacciones intracromosómicas de largo alcance (cuadrado). D Ampliación de las interacciones intracromosómicas de largo alcance detectadas en el cromosoma 19, que muestran los compartimentos A/B, los estados de la cromatina, la secuencia de ARN (representada como log FPKM) y los genes de la anotación NCBI Ref Seq. Se muestran los genes expresados ​​diferencialmente (DEG) (punta de flecha roja). E Ampliación de las interacciones intracromosómicas de largo alcance detectadas en el cromosoma 7, que muestran los compartimentos A/B, los estados de la cromatina, la secuencia de ARN (representada como log FPKM) y los genes de la anotación NCBI Ref Seq. Se muestran los genes expresados ​​diferencialmente (DEG) (punta de flecha roja). F Análisis de enriquecimiento de ontología genética (GOEA) de genes encontrados en interacciones de largo alcance (LRI) intracromosómicas e intercromosómicas en espermátidas redondas. Solo se muestran términos significativos de ontología genética (GO) con una puntuación de grupo de enriquecimiento (ES) de DAVID > 1,3; la ES se basa en un valor de P ajustado por FDR (prueba exacta de Fisher, bilateral). Abreviaturas: regiones de punto de ruptura evolutivo de EBR, interacciones de largo alcance de LRI, ontología del gen GO, fragmentos de FPKM por kilobase de transcripción por millón de fragmentos mapeados.

Para explorar el papel funcional de los genes ubicados dentro de los LRI intra-LRI en espermátidas redondas, analizamos los términos GO contenidos en estas regiones. Del total de 691 genes ubicados en intra-LRI, el 41% (n = 283) eran genes codificadores de proteínas, mientras que los ARN no codificantes representaron el 34% del total, seguidos de los pseudogenes (20%) y los lncRNA (1,6%). . El 3,4% restante de los genes contenidos en los intra-LRI eran transcripciones no anotadas. Al analizar los términos GO, detectamos que los intra-LRI estaban enriquecidos (valor de p <0,05 y puntuación de enriquecimiento (ES) > 1,3, ver Métodos) para genes relacionados con la percepción sensorial (ES = 13,6), la biosíntesis de lípidos y la gluconeogénesis (ES = 6,27). ), procesos de oxidorreducción (ES = 6,97), respuesta a citocinas (ES = 1,94) y fagocitosis (ES = 1,74) (Datos complementarios 1). Además, el 33% de estos genes eran miembros de superfamilias relevantes, como las serpinas, las proteínas de los dedos de zinc, los receptores olfativos y los receptores vomeronasales. Teniendo en cuenta los genes expresados ​​diferencialmente (DEG) en las espermátidas en comparación con las espermatogonias, los espermatocitos primarios y los espermatozoides, los términos GO en los intra-LRI se redujeron a transducción de señales, ubiquitinización y quimiotaxis, todos procesos biológicos importantes relacionados con la espermatogénesis (Fig. 4).

Una vez que se caracterizaron los intra-LRI, determinamos si estos intra-LRI también participaron en interacciones de largo alcance en todo el genoma en espermátidas redondas, denotándolas como LRI intercromosómicas (inter-LRI). Esto se hizo seleccionando interacciones significativamente más altas (interacción de puntuación z> 3, ver Métodos) de intra-LRI con regiones genómicas ubicadas en otros cromosomas (enfoque de todo el genoma). Como tal, detectamos la presencia de 119 inter-LRI específicos de espermátidas que involucran diferentes cromosomas de ratón (es decir, interacciones múltiples) (Fig. 4 y Datos complementarios 2). Del total de 864 genes contenidos en los inter-LRI, el 71% eran genes codificadores de proteínas, el 12% pseudogenes, el 9% ncRNA y el 7% RNA largos no codificantes. En cuanto a los términos GO, detectamos enriquecimiento (valor de p <0,05 y ES > 1,3, ver Métodos) para genes asociados con la regulación negativa de la actividad peptidasa (ES = 2,8), vía de señalización del receptor acoplado a proteína G (ES = 2,4), fagocitosis (ES = 2,04), respuesta a citocinas (ES = 1,81), activación del complemento (ES = 1,68) y proceso metabólico del ácido araquidónico (ES = 1,5) (Datos complementarios 3). A diferencia de intra-LRI, donde el 11% (n = 77) de los genes que los contenían eran DEG, el porcentaje de DEG dentro de inter-LRI aumentó hasta el 48,5% (n = 419), estando genes relacionados principalmente con la señalización del receptor de la superficie celular. vía (ES = 1,66) y traducción (ES = 1,39) (Fig. 4).

En términos de configuración estructural, los intra-LRI se asociaron significativamente positivamente con regiones genómicas que se volvieron accesibles durante la meiosis (prueba de permutación basada en 10.000 permutaciones, puntuación z 78,5, p <0,001) y se ubicaron dentro de los TAD (puntuación z 13,11, p < 0,001). Además, los intra-LRI se asociaron significativamente negativamente con islas CpG (puntuación z −11,9, p <0,001) y cohesinas meióticas como: REC8 (puntuación z −12,6, p <0,001), RAD21 (puntuación z −8,8, p <0,001) y CTCF (puntuación z −3,5, p <0,001). Por otro lado, los inter-LRI no se asociaron significativamente con ninguna característica estructural.

Para comprender las implicaciones evolutivas de los LRI, analizamos si los LRI encontrados en espermátidas redondas estaban relacionados con la historia evolutiva de los cromosomas ancestrales en roedores. Para ello, analizamos la presencia de LRI en las asociaciones sinténicas presentes en ancestros roedores recientes, como Muridae (ratón-rata), Eumuroidea (ratón-rata-hámster chino) y Muroidea (ratón-rata-hámster chino-rata topo). ). De las diez asociaciones sinténicas encontradas en el ancestro Muridae, siete de ellas (70%) ahora estaban conectadas por LRI en espermátidas de ratón. Estos incluían las sintenias ancestrales MMU7/19, MMU5/11, MMU17/11, MMU13/15, MMU2/13, MMU5/6 y MMU5/12 (Fig. 5). De manera similar, siete asociaciones sinténicas (MMU7/19, MMU5/11, MMU13/15, MMU2/13, MMU12/17, MMU5/8 y MMU5/6) de Eumuroidea y 15 asociaciones sinténicas (MMU7/19, MMU2/13, MMU11 /17, MMU13/15, MMU12/17, MMU1/4, MMU2/4, MMU1/8, MMU5/6, MMU3/5, MMU3/8, MMU17/18, MMU8/15, MMU5/11 y MMU12/14 ) de Muroidea estaban conectados por LRI en espermátidas de ratón (Figura 10 complementaria y Datos complementarios 4). El porcentaje de superposición entre LRI y asociaciones sinténicas se redujo al 53 y 60% al considerar los ancestros de Eumuroidea (7 de 13) y Muroidea (15 de 25), respectivamente, lo que sugiere que las interacciones genómicas de largo alcance en espermátidas redondas están asociadas con estados cromosómicos ancestrales recientes (es decir, ancestro ratón-rata).

Un diagrama de circo por pares que compara las regiones sinténicas entre el cariotipo del ratón y el cariotipo del ancestro Muridae (MAK). Los inter-LRI se representan en negro y los intra-LRI en rojo. Los cromosomas tienen un código de colores según el ancestro Muridae. B Panel superior: representación esquemática de los diferentes tipos de reordenamientos evolutivos del cariotipo ancestral Muridae, que incluyen: fusiones simples, fisiones simples y reorganizaciones complejas. Panel inferior - Representación esquemática de la arquitectura 3D de las LRI encontradas en espermátidas redondas según los diferentes tipos de reordenamientos evolutivos. Los cromosomas tienen un código de colores según el ancestro Muridae. Abreviaturas: interacciones de largo alcance de LRI, cariotipo de ancestro MAK Muridae, MMU Mus musculus domesticus, cromosoma chr.

Al analizar con más detalle los LRI presentes en las asociaciones sinténicas de Muridae, distinguimos diferentes tipos de reordenamientos, incluidas fusiones simples, fisiones simples y reorganizaciones complejas (Fig. 5). Las fusiones simples del ancestro Muridae incluyeron LRI en los cromosomas 1, 8 y 17 de ratón, mientras que las fisiones simples involucraron LRI en las sintenias ancestrales MMU7/19, MMU5/6 y MMU5/11. Por otro lado, los LRI de los cromosomas 2, 13 y 15 participaron en reorganizaciones complejas, combinando fusiones y fisiones. Es importante destacar que los EBR resultantes de esta reorganización evolutiva se asociaron fuertemente con los LRI (prueba de permutación basada en 10.000 permutaciones, puntuación z = 136,05, p <0,001). Sorprendentemente, la mayoría de los LRI intra-LRI (75 %) se ubicaron en la proximidad de los EBR (<2 Mbp), y muy pocos atravesaron el punto de interrupción.

De los 11 eventos de fusiones-fisiones detectados en el ancestro Muridae, 8 fueron conectados por LRI en espermátidas redondas de ratón (11 intra-LRI y 7 inter-LRI). Estos LRI evolutivos contenían un total de 144 genes (el 30% de ellos DEG expresados ​​en espermátidas redondas), incluidos 83 (57,6%) genes codificadores de proteínas, 35 (24,3%) pseudogenes y 9 (6,3%) ncRNA. El 6,3% restante eran transcripciones no anotadas. En cuanto a los términos GO, detectamos un enriquecimiento (valor p < 0,05 y ES > 1,3) para los genes asociados con la respuesta a la feromona (ES = 8,06), la vía de la epoxigenasa P450 (ES = 7,12) y la percepción sensorial del olfato (ES = 2,75). ), incluidos los receptores vomeronasales y olfativos. Además, los genes de la familia de péptidos secretores de glándulas exocrinas (5%)38 y los genes Pramel39 solo estaban presentes en los LRI evolutivos en comparación con los LRI que no participan en configuraciones cromosómicas ancestrales.

Aquí, proporcionamos evidencia de un papel clave de la organización de la cromatina 3D en la formación de reorganizaciones cromosómicas transmisibles en la línea germinal masculina. Utilizando un enfoque computacional integral, primero reconstruimos siete ancestros en el linaje de roedores con un alto grado de precisión (representado más del 92% del genoma del ratón). Luego mostramos que los EBR están asociados con ambientes de cromatina que se vuelven accesibles a medida que avanza la meiosis, especialmente en las etapas posmeióticas de la espermatogénesis (es decir, espermátidas redondas), y que son susceptibles al daño del ADN. Es importante destacar que también revelamos la presencia de interacciones de largo alcance específicas de células posmeióticas, que no solo recapitulan las asociaciones sinténicas evolutivas presentes en el ancestro Muridae que conducen a fisiones en el ratón, sino también fusiones de cromosomas ancestrales que crearon nuevos cromosomas de ratón.

Nuestros resultados resaltan la importancia de interpretar la organización espacial dinámica del genoma de las células germinales en el contexto de las respuestas al daño del ADN de la línea germinal (DDR) y los puntos de control meióticos (Fig. 6). Durante la gametogénesis, hay dos ondas clave de inducción de daño en el ADN que pueden desencadenar reordenamientos genómicos: (i) DSB meióticos programados catalizados por SPO11 en las primeras etapas de la profase I21 masculina y femenina, y (ii) inducción de DSB específica masculina en espermátidas alargadas. para aliviar la tensión de torsión durante la condensación de la cromatina40. Aquí utilizamos la distribución genómica de DMC1 junto con los sitios de unión de PRDM9 como proxy de las ubicaciones meióticas de DSB (SPO11-oligos hotspots41). Como los DSB meióticos masculinos y femeninos son impulsados ​​principalmente por el mismo mecanismo (a pesar de las eficiencias diferenciales42), los datos DMC1 y PRDM9 analizados, aunque generados en hombres, abarcan la mayoría de los puntos críticos de DSB meióticos femeninos. Es importante destacar que detectamos que los reordenamientos cromosómicos no se asociaron con los DSB meióticos y no alteraron la arquitectura cromosómica meiótica en la profase I. Aunque previamente se demostró que tanto los puntos de acceso SPO11 como las marcas H3K4me3 se correlacionaban positivamente con la ocupación de cohesina12, los compartimentos A12 y los estados de cromatina abiertos (esto estudio) en espermatocitos primarios, los EBR (independientemente del ancestro del roedor considerado) carecían significativamente de sitios DMC1 y PRDM9. Por el contrario, los EBR se asociaron muy fuertemente con la ubicación de los puntos calientes de DSB en las espermátidas posmeióticas, lo que coincide con el hecho de que dichos DSB deben repararse mediante un mecanismo menos preciso como NHEJ o MMEJ, ya que no hay ninguna cromátida hermana presente23,37. Por lo tanto, llegamos a la conclusión de que los reordenamientos transmisibles están más fuertemente asociados con ubicaciones de daño en el ADN post-meiótico específicos de los hombres que con ubicaciones de DSB meióticas no específicas del sexo.

Panel superior: organización 3D de células meióticas. Las espermatogonias presentan una organización de tipo somático con el genoma plegado en compartimentos (A y B) y TAD posteriores. Posteriormente, hay una atenuación de los compartimentos y TAD en los espermatocitos primarios (ejemplificados aquí como etapas de leptoteno, cigoteno, paquiteno y diploteno). Las células posmeióticas (espermátidas redondas y espermatozoides) recuperan una configuración similar a la somática, aunque con particularidades como que los bordes TAD no están claramente definidos y aparecen interacciones de largo alcance12,49. Panel central: progresión meiótica y puntos de control, las espermatogonias autorrenovables se comprometen con la meiosis. Los espermatocitos primarios realizan la profase meiótica I, que se subdivide en cuatro etapas: leptoteno, cigoteno, paquiteno y diploteno. La primera y segunda división meiótica dan como resultado espermátidas redondas, que se diferencian en espermatozoides70. La meiosis incluye tres puntos de control meióticos: (i) respuesta a roturas de doble cadena (DSB) no reparadas, (ii) represión transcripcional llamada silenciamiento meiótico de la cromatina sin sinapsis (MSUC) y (iii) el punto de control del ensamblaje del huso (SAC). Panel inferior: Fuentes de inestabilidad genómica. En las espermatogonias predominan las mutaciones espontáneas/de novo y la actividad SINE/LINE. Los DSB programados meióticos y su reparación mediante recombinación homóloga no alélica (NAHR) son fuentes de cambios genómicos estructurales durante la profase I, junto con la no disyunción durante las divisiones meióticas posteriores. Los cambios estructurales resultantes están sujetos a fuertes restricciones selectivas, ya que cualquiera de los puntos de control meióticos en juego pueden detectar errores. En el caso de las células posmeióticas (es decir, los espermatozoides), la inestabilidad genómica puede deberse al daño oxidativo y a las DSB producidas por el desenredado del ADN de la topoisomerasa II. La reparación de los DSB normalmente se lleva a cabo mediante unión de extremos no homólogos (NHEJ), un proceso propenso a errores que puede resultar en cambios genómicos estructurales. Como en esta etapa no se activan puntos de control (por lo tanto, restricciones selectivas relajadas), existe una alta probabilidad de que las reorganizaciones cromosómicas se transmitan a la descendencia. Abreviaturas: interacciones de largo alcance de LRI, dominios topológicos asociados de TAD.

La permisividad de algunas regiones genómicas a sufrir roturas cromosómicas también puede asociarse con cambios en la accesibilidad de la cromatina3,10,43. Esto se ha demostrado recientemente en células somáticas, donde los límites de TAD se fortalecen con los DSB inducidos para adaptarse a la accesibilidad de la gran cantidad de proteínas involucradas en DDR44. Asimismo, se ha demostrado que las regiones altamente interactuantes normalmente son transcripcionalmente activas45 y que las interacciones promotor-potenciador pueden verse facilitadas por la remodelación de la cromatina46. Este punto de vista se alinea con la creciente evidencia que apunta a una asociación entre los EBR y los límites de TAD en células somáticas de mamíferos y aves3,10,47,48. Sin embargo, esto plantea una paradoja en el sentido de que los reordenamientos que ocurren en los límites de los TAD se ven favorecidos selectivamente porque es menos probable que alteren la regulación genética, pero es más probable que las roturas de la cadena de ADN que inician los reordenamientos ocurran en la cromatina abierta dentro de los TAD. Aquí, resolvemos esta paradoja mostrando que los EBR se asocian selectivamente con regiones que forman cromatina "cerrada" en tipos de células premeióticas (espermatogonias) o meióticas (espermatocitos primarios) y solo se convierten en cromatina "abierta" en las espermátidas. En particular, estas regiones se encuentran dentro de los TAD en las espermátidas, pero están cerca de los límites de los TAD en otros tipos de células (Fig. 6).

Fundamentalmente, nuestro análisis de los mapas de frecuencia de contacto durante la espermatogénesis detectó la presencia de interacciones de largo alcance específicas de células que pueden recapitular estados cromosómicos ancestrales. Anteriormente hemos demostrado que las reorganizaciones cromosómicas tienen un impacto en la topología del genoma 3D de las células germinales de dos maneras: (i) alterando la ocupación nuclear cromosómica y (i) remodelando los paisajes de recombinación16,49. Es importante destacar que la redistribución de la ocupación nuclear cromosómica en los espermatocitos que resulta de fusiones cromosómicas acerca nuevas regiones genómicas, predisponiendo a la aparición de reordenamientos adicionales y expone dominios cromosómicos a nuevos entornos regulatorios, lo que potencialmente afecta la expresión y/o regulación genética16. Aquí demostramos que este puede ser el caso, como lo refleja la presencia de interacciones genómicas de largo alcance específicas de células en espermátidas redondas de ratón que contienen genes relevantes para la espermatogénesis, la fertilización y la quimiotaxis de los espermatozoides. Fundamentalmente, las interacciones intercromosómicas de largo alcance relevantes ahora presentes en las espermátidas redondas de ratón corresponden a regiones genómicas que estaban presentes en cromosomas individuales del ancestro Muridae reciente; mientras que las interacciones intracromosómicas de largo alcance actuales en las espermátidas redondas de ratón actuales corresponden a regiones que estaban presentes en dos o más cromosomas en el ancestro Muridae.

Por lo tanto, proponemos que el panorama de reorganizaciones cromosómicas (fusiones y fisiones) que tuvieron lugar durante la evolución del genoma en roedores está relacionado con el contexto de la cromatina ahora presente en las espermátidas redondas de ratón. Cuando se producen reorganizaciones dentro de centros de contacto 3D, esto puede separar regiones que interactúan (convirtiendo LRI intracromosómicos en intercromosómicos) o, por el contrario, unirlas. Alternativamente, cuando ocurren fisiones cromosómicas, se pueden crear nuevos LRI intercromosómicos para mantener asociaciones críticas entre regiones que antes eran contiguas. De hecho, este es un aspecto crucial que vincula la organización espacial dinámica del genoma de las células germinales con las reorganizaciones cromosómicas evolutivas.

Nuestro modelo también integra el papel de los puntos de control meióticos en la plasticidad evolutiva del genoma. Una vez que se ha producido un reordenamiento al romper y volver a unir el ADN, debe evadir la eliminación mediante puntos de control del ciclo celular y/o la selección de viabilidad en la descendencia resultante. Las células germinales tienen una red de vigilancia compleja que incluye tres puntos de control meióticos principales: (i) respuesta a DSB no reparados, (ii) represión transcripcional llamada silenciamiento meiótico de la cromatina sin sinapsis (MSUC) y (iii) el punto de control del ensamblaje del huso (SAC)31. Por tanto, cualquier reordenamiento cromosómico que se produzca antes o durante la meiosis tiene una alta probabilidad de provocar una parada meiótica debido a la activación de cualquiera de estos tres puntos de control (fig. 6). Además, para las translocaciones intercromosómicas, incluso en el caso de que tal reordenamiento ocurra en células premeióticas y no sea eliminado por los puntos de control meióticos, alrededor del 50% de los gametos resultantes serán aneuploides y es poco probable que den lugar a una descendencia viable. Por lo tanto, se eliminarán la gran mayoría de los reordenamientos que ocurren antes o durante la meiosis. Este punto de vista se alinea con nuestra observación de que los EBR carecen de DSB meióticos programados y cohesinas meióticas en los espermatocitos primarios. Por el contrario, los reordenamientos genómicos que se producen en las células posmeióticas no están sujetos a puntos de control meióticos y, además, se garantiza que son euploides, ya que cada célula contiene exactamente un genoma haploide. Por lo tanto, las reorganizaciones cromosómicas que ocurren después de la meiosis tienen una mayor probabilidad de transmitirse que las agresiones genéticas que ocurren antes o durante la meiosis (Fig. 6). Y esto es, de hecho, lo que observamos en nuestro enfoque computacional, ya que los EBR están fuertemente asociados con regiones genómicas de daño del ADN en las espermátidas redondas.

En resumen, nuestras observaciones sugieren que la remodelación de la cromatina durante la espermatogénesis representa un marco emergente donde la variación genómica evolutiva puede generarse y transmitirse a la descendencia. Comprender cómo la inestabilidad del genoma afecta la expresión y regulación genética en la línea germinal permitirá determinar mejor el efecto de la reorganización del genoma en la evolución y la reproducción.

Los ensamblajes del genoma de 14 especies de Rodentia representativas de los principales filogrupos, ensambladas a nivel cromosómico o con andamio N50 > 3 Mbp (Tabla complementaria 1), y dos especies de mamíferos (humanos y conejos) se utilizaron para generar alineamientos por pares con el ratón. genoma (mm10) usando LASTZ con parámetros predeterminados. Las alineaciones de LASTZ se convirtieron en archivos de cadena y red usando las utilidades de la caja de herramientas de Kent usando los parámetros -minScore = 1000, -linearGap = medio, C = 0, E = 30, K = 3000, L = 3000, O = 400. El cromosoma Y fue omitido por la dificultad de ensamblarlo con un grado suficiente de calidad, enriquecimiento de repeticiones y palíndromos en el cromosoma50. La cobertura de redes de cada especie se calculó frente a mm10 para minimizar la potencial fragmentación introducida en la reconstrucción de los cariotipos ancestrales.

Los fragmentos de cromosomas ancestrales reconstruidos (RACF) se generaron mediante el algoritmo DESCHRAMBLER28 utilizando una resolución de fragmento sinténico de 300 Kbp y una puntuación de adyacencia mínima de 0,0001. Los tiempos de divergencia por pares entre el genoma del ratón doméstico y cada una de las especies estudiadas se encontraron utilizando TimeTree51. Luego se utilizaron los tiempos de divergencia entre especies para escribir un árbol filogenético en formato Newick y se visualizaron utilizando FigTree52. Reconstruimos siete ancestros diferentes en el linaje de roedores: Muridae, Eumuroidea, Muroidea, Myodonta, el ancestro del linaje relacionado con los ratones, el ancestro de todos los roedores excepto las ardillas y el ancestro Rodentia.

La cantidad de RACF producidas a partir de DESCHRAMBLER fue mayor que la cantidad de cromosomas sugerida por estudios previos53,54. En consecuencia, los RACF adyacentes en cada uno de los ancestros reconstruidos se fusionaron manualmente utilizando tanto el genoma de referencia como otros ancestros reconstruidos, que estaban más estrechamente relacionados. Este proceso se inició en el ancestro Muridae utilizando el genoma del ratón doméstico como punto de referencia, antes de retroceder en el tiempo evolutivo utilizando los ancestros relacionados más cercanos como punto de referencia. Para determinar el número final de cromosomas ancestrales, seguimos el modelo que sugiere que existe un límite conservado de variación del tamaño de los cromosomas en todos los mamíferos29. Se calculó la longitud promedio de los cromosomas para todos los genomas ensamblados a nivel de cromosomas y se estimó que el límite de tamaño mínimo era de 26 Mbp. Los RACF más pequeños que este límite se etiquetaron como no colocados. Los gráficos de los RACF se produjeron con el paquete R syntenyPlotteR4.

Las regiones de punto de ruptura evolutiva (EBR) en cada linaje se identificaron considerando el genoma del ratón como referencia. Los EBR se contaron a partir de las coordenadas de los RACF fusionados manualmente. El tamaño mínimo compartido entre todos los linajes se consideró como un punto de interrupción. Las EBR se clasificaron filogenéticamente según el linaje ancestral en el que ocurrieron. Los EBR se separaron aún más por el tipo de reordenamiento que delimitaban en EBR de inversión o EBR intercromosómicos, si demarcaban inversiones o eran el resultado de eventos de fusión o fisión, respectivamente.

Se descargaron un total de 27 archivos fastq del NCBI (Tabla complementaria 3). La calidad de lectura se verificó utilizando FastQC (v0.11.9)55. Las lecturas se recortaron con Trimmomatic (v0.39)56, y se utilizó la configuración SE/PE según el tipo de lectura. Las secuencias adaptadoras se eliminaron utilizando ILLUMINACLIP, así como las lecturas con una puntuación Phred promedio de <30 o <20 con AVGQUAL:20 o 30 para DSB y otras bibliotecas, respectivamente. MINLEN:30 también se utilizó para las bibliotecas DSB. Los archivos fastq recortados se alinearon con el genoma del ratón mm10 usando bwa-mem (v0.7.17-r1188)57. La combinación de Samtools se utilizó para combinar archivos BAM de la misma marca de histona.

Los datos de las marcas de histonas se analizaron utilizando MACS2 (v.2.2.7.1)58 con la configuración predeterminada de callpeak para producir picos estrechos o con un corte amplio de 0,05 para producir picos amplios. Las marcas de histonas se definieron como estrechas o anchas según el proyecto ENCODE59. Para las marcas no definidas en ENCODE, se utilizaron configuraciones amplias. Los datos de ATAC-seq se analizaron utilizando MACS2 (v.2.2.7.1)58 con la configuración predeterminada de callpeak para producir picos estrechos. En cuanto a los DSB, los datos se analizaron utilizando los mismos parámetros descritos en el estudio original24. Brevemente, se utilizó MACS2 con la configuración predeterminada y –bw600 -q0.01–broad–broad-cutoff 0.1. Los archivos MACS2 de las diferentes etapas de espermátidas redondas (etapas 1 a 9 y etapas 15 a 16) se fusionaron para realizar análisis adicionales para facilitar la comparación cruzada con conjuntos de datos no estratificados en diferentes etapas de desarrollo en espermátidas. Los picos de DSB más largos se visualizaron en IGV (v2.12)60 y se ubicaron conjuntamente con grandes extensiones de regiones de satélites alfa. Debido a que los satélites alfa no están completamente ensamblados en los centrómeros de todos los cromosomas de ratón, para evitar sesgos hacia los tramos ensamblados de las regiones satélite, excluimos estos picos de DSB de análisis adicionales.

Se utilizó ChromHMM (v1.22) para el análisis del estado de la cromatina aplicando el tamaño de contenedor predeterminado de 200 pb con la estrategia concatenada61. La entrada específica del tipo de célula correspondiente se utilizó como control para ajustar el umbral de binarización localmente. Una vez que se completó la binarización, el modelo se aprendió con un número variable de estados, eligiéndose 8 estados (de E1 a E8) como modelo óptimo.

Para identificar cómo cambian los estados de la cromatina durante la espermatogénesis, se compararon las ubicaciones genómicas de los estados en cada tipo de célula (espermatogonias, espermatocitos y espermátidas) utilizando bedtools intersect62. Se eliminaron las regiones del genoma a las que les faltaba un estado de cromoHMM en cualquier tipo de célula. Los estados dominantes en cualquiera de los tres tipos de células (E7, E3 y E1) se fusionaron en un estado conjunto denominado E0. Luego se etiquetaron las ubicaciones genómicas de acuerdo con los estados en cada tipo de célula, y las transiciones de un estado de cromatina a otro se trazaron usando ggalluvial con ggplot2 en R. Se fusionaron regiones consecutivas de 200 pb con la misma combinación de estados de tres tipos de células, y 34 Se identificaron combinaciones con más del 0,1% de cobertura genómica. Se eligió este límite porque la cobertura total de todas estas regiones representaba >98% del genoma mm10.

Los datos de Hi-C de espermatogonias de ratón, espermatocitos primarios y espermátidas redondas se obtuvieron de GEO:GSE13205412 y se procesaron con TADbit (v0.2.0.23)63 y HiCExplorer (v3.6)12,64. Las matrices de contacto se construyeron con una resolución de 50 kb y se normalizaron a lecturas de 100 M.

Las matrices de interacciones Hi-C con una resolución de 50 Kbp se exportaron al formato Ginteractions utilizando HiCExplorer (v3.6). Se utilizaron matrices de interacciones intracromosómicas Hi-C como entrada para definir regiones de interacción de largo alcance (LRI) para cada cromosoma de ratón. Esto se hizo seleccionando contenedores de 50 Kbp con interacciones superiores a 100 que ocurrieron en contenedores separados por al menos 10 Mbp. De los contenedores resultantes, los falsos positivos se eliminaron eliminando las regiones de baja capacidad de mapeo. La capacidad de mapeo de cada región se calculó utilizando GenMap (v1.3)65, eliminando las regiones con capacidad de mapeo inferior a 0,5. Las interacciones intercromosómicas de largo alcance se identificaron en función de una puntuación z > 3.

Para evaluar si las regiones LRI intracromosómicas interactúan significativamente más con otras regiones del genoma, creamos 1000 conjuntos de regiones con la misma longitud y distribución de las regiones LRI intracromosómicas, utilizando bedtools shuffle v2.29.262. Las regiones genómicas contenidas en los 1000 conjuntos aleatorios se extrajeron automáticamente utilizando un script R interno de la matriz de espermátidas de interacciones intercromosómicas Hi-C de 50 kb. Luego, el valor de interacción de todas estas regiones se transformó en puntuación Z para abordar las diferencias significativas.

Utilizando BioMart v2.46.1 en R v4.0.3, se identificaron ID de genes codificantes de proteínas únicos en mm10 para cada clasificación. Estos se introdujeron en el PANTHER db66 para el enriquecimiento de la ontología genética (GO). Se seleccionó la prueba de sobrerrepresentación estadística con el proceso biológico GO completo o con las vías PANTHER (v17.0). Sólo los términos GO con enriquecimiento ≥1,5 veces y FDR <0,5 se consideraron estadísticamente significativos. Las parcelas se crearon con ggplot2 v3.3.5 en R. En el caso de LRI, donde se detectaron transcripciones no codificantes, se utilizó DAVID (v6.9) para el enriquecimiento GO considerando una puntuación de grupo de enriquecimiento (ES) > 1,3 como parámetro predeterminado67 .

Los datos de secuencia de ARN de espermatogonias de ratón, espermatocitos primarios y espermátidas redondas se obtuvieron de GEO:GSE132054 y se procesaron utilizando AIR (//transcriptomics.sequentiabiotech.com/)12. Luego, el archivo de expresión resultante se analizó siguiendo el manual del paquete R para el análisis empírico de datos de expresión génica: edgeR (v3.13)68. Luego, se utilizó el algoritmo edgeR glmQLFTest con parámetros predeterminados (valor p <0,05; log2FoldChange = ± 1) para determinar los genes expresados ​​diferencialmente, utilizando espermátidas como referencia.

La asociación estadística entre diferentes características genómicas se evaluó utilizando la versión del paquete RegioneR R. 1.2669. Basado en el paquete regioneR, hemos creado una serie de funciones para permitir el cálculo de asociaciones entre múltiples conjuntos de regiones. Debido a la implementación de comparaciones múltiples, el cálculo del valor p se ajustó mediante el procedimiento de Benjamini-Hochberg. El valor del puntaje z para la asociación con un valor p ajustado mayor que 0,005 se consideró como 0. El puntaje z calculado se normalizó posteriormente dividiéndolo por la raíz cuadrada de n, donde n es el número de regiones presentes en el conjunto de regiones permutado. Todas las permutaciones se realizaron utilizando randomizeRegions y NumOverlaps respectivamente como función de aleatorización y evaluación. Las posiciones genómicas de los genes, LINE, LTR y ERV para el genoma mm10 se descargaron del navegador UCSC y se utilizaron como entrada para nuestro análisis.

Los análisis estadísticos se realizaron utilizando R. Los parámetros estadísticos y las pruebas se informan en las Figuras y en las Leyendas de las Figuras cuando es necesario.

Más información sobre el diseño de la investigación está disponible en el Resumen de informes de investigación de la naturaleza vinculado a este artículo.

Los datos que respaldan este estudio están disponibles a través de los autores correspondientes previa solicitud razonable. Los conjuntos de datos Hi-C, RNA-seq y cohesión ChIP-seq de ratones utilizados en este estudio se recuperaron del repositorio NCBI GEO: GSE132054 (Spermatogonia Hi-C: GSM3840080; Spermatocitos I Hi-C: GSM3840082 y Spermatids Hi-C: GSM3840083; Espermatogonias RNA-seq: GSM3840094; Espermatocitos I RNA-seq: GSM3840095; Espermatogonias RNA-seq: GSM3840096; Espermatocitos I CTCF, RAD21L, REC8: GSM3840086, GSM3840087, GSM3840088 y Espermátidas CTCF, R AD21L, REC8: GSM3840089, GSM3840090, GSM3840091 ).

Los datos de DSB de los ratones utilizados en este estudio se recuperaron del repositorio de ENA con el código de acceso PRJEB20038. Los datos de ChIP-Seq para las modificaciones de H3K4me3, H3K27me3 y H3K27ac de ratones se recuperaron del repositorio NCBI GEO: GSE49624 (Spermatogonia H3K4me3, H3K27me3 y H3K27ac: GSM1202705, GSM1202708, GSM1202713; Spermatocitos I H3K4me3, H3 K27me3 y H3K27ac: GSM1202706, GSM1202709, GSM1202714; Espermátidas H3K4me3, H3K27me3 y H3K27ac: GSM1202707, GSM1202710, GSM1202715; ADN de entrada de espermatogonias: GSM1202723; ADN de entrada de espermatocitos I: GSM1202724 y ADN de entrada de espermátidas: GSM1202725).

Los datos de ATAC-seq se recuperaron del repositorio NCBI GEO: GSE102954 (Espermatocitos I, réplica 1 y 2: GSM2751129, GSM2751130 y Espermátidas, réplica 1 y 2: GSM2751133, GSM2751134). Los datos originales se proporcionan con este documento.

Todas las funciones para los análisis de múltiples asociaciones se pueden encontrar en https://github.com/RMalinverni/GenoMatriXeR/ (v1.0.0, https://doi.org/10.5281/zenodo.6379726). El resto de funciones utilizadas se pueden encontrar en https://github.com/Farre-lab/EBRs_HiC_Spermatogenesis_paper (v1, https://doi.org/10.5281/zenodo.6376838).

Ruiz-Herrera, A., Castresana, J. y Robinson, TJ ¿La evolución cromosómica de los mamíferos está impulsada por regiones de fragilidad del genoma? Genoma Biol. 7, R115 (2006).

Artículo PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

Larkin, DM y cols. Las regiones de punto de ruptura y los bloques de síntesis homólogos en los cromosomas tienen diferentes historias evolutivas. Genoma Res. 19, 770–777 (2009).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Capilla, L. et al. La genómica comparada de mamíferos revela características genéticas y epigenéticas asociadas con la reorganización del genoma en rodentia. Genoma Biol. Evolución. 8, 3703–3717 (2016).

CAS PubMed PubMed Central Google Académico

Farré, M. et al. La evolución de la regulación genética en rumiantes difiere entre las regiones de punto de ruptura evolutiva y los bloques de síntesis homólogos. Genoma Res. 29, 576–589 (2019).

Artículo PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

Longo, MS, Carone, DM, Green, ED, O'Neill, MJ y O'Neill, RJ Las distintas clases de retroelementos definen puntos de interrupción evolutivos que demarcan sitios de novedad evolutiva. Genoma de BMC. 10, 1-14 (2009).

Artículo CAS Google Scholar

Farré, M., Bosch, M., López-Giráldez, F., Ponsà, M. & Ruiz-Herrera, A. Evaluación del papel de las repeticiones en tándem en la configuración de la arquitectura genómica de los grandes simios. PLoS One 6, e27239 (2011).

Artículo ADS PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

Groenen, MAM y cols. Los análisis de genomas porcinos proporcionan información sobre la demografía y la evolución porcina. Naturaleza 491, 393–398 (2012).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Ullastres, A., Farré, M., Capilla, L. & Ruiz-Herrera, A. Desentrañando el efecto de los cambios estructurales genómicos en el macaco rhesus: implicaciones para el papel adaptativo de las inversiones. Genoma de BMC. 15, 1-13 (2014).

Artículo de Google Scholar

Farré, M. et al. Nuevos conocimientos sobre la evolución cromosómica en aves, arcosaurios y reptiles. Genoma Biol. Evolución. 8, 2442–2451 (2016).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Farré, M., Robinson, TJ & Ruiz-Herrera, A. Un modelo integrador de ruptura de la arquitectura, reorganización y evolución del genoma: El modelo integrador de ruptura de la evolución del genoma, una novedosa hipótesis multidisciplinaria para el estudio de la plasticidad del genoma. BioEssays 37, 479–488 (2015).

Artículo PubMed Google Scholar

Deakin, JE et al. Cromosómica: cerrar la brecha entre genomas y cromosomas. Genes 10, 627 (2019).

Artículo CAS PubMed Central Google Scholar

Vara, C. y col. La estructura genómica tridimensional y la ocupación de cohesina se correlacionan con la actividad transcripcional durante la espermatogénesis. Representante celular 28, e9 (2019).

Artículo CAS Google Scholar

Lieberman-Aiden, E. et al. Un mapeo completo de interacciones de largo alcance revela los principios de plegamiento del genoma humano. Ciencia 326, 289–293 (2009).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Rao, SSP y cols. Un mapa 3D del genoma humano con una resolución de kilobases revela los principios del bucle de cromatina. Celda 159, 1665-1680 (2014).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Vietri Rudan, M. et al. La comparación Hi-C revela que CTCF subyace a la evolución de la arquitectura del dominio cromosómico. Representante celular 10, 1297-1309 (2015).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Vara, C. y col. El impacto de las fusiones cromosómicas en el plegamiento y la recombinación del genoma 3D en la línea germinal. Nat. Comunitario. 12, 1-17 (2021).

Artículo CAS Google Scholar

Noor, MAF, Grams, KL, Bertucci, LA y Reiland, J. Inversiones cromosómicas y aislamiento reproductivo de especies. Proc. Acad. Nacional. Ciencia. EE.UU. 98, 12084–12088 (2001).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Farré, M., Micheletti, D. & Ruiz-Herrera, A. Tasas de recombinación y mezcla genómica en humanos y chimpancés: un nuevo giro en la teoría de la especiación cromosómica. Mol. Biol. Evolución. 30, 853–864 (2013).

Artículo PubMed CAS Google Scholar

Capilla, L. et al. Variación de la recombinación genética en ratones robertsonianos salvajes: sobre el papel de las fusiones cromosómicas y el fondo alélico de Prdm9. Proc. R. Soc. B Biol. Ciencia. 281, 1786 (2014).

Google Académico

Faria, R., Johannesson, K., Butlin, RK y Westram, AM Inversiones en evolución. Tendencias Ecológicas. Evolución. 34, 239–248 (2019).

Artículo PubMed Google Scholar

Keeney, S., Giroux, CN y Kleckner, N. Las roturas de doble hebra del ADN específicas de la meiosis son catalizadas por Spo11, un miembro de una familia de proteínas ampliamente conservada. Celda 88, 375–384 (1997).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Wang, S. y col. La maduración cruzada ineficiente subyace a una aneuploidía elevada en la meiosis femenina humana. Celda 168, e17 (2017).

Artículo CAS Google Scholar

Ahmed, EA, Scherthan, H. & de Rooij, DG Respuesta a la rotura de doble cadena del ADN y capacidad de reparación limitada en espermátidas alargadas de ratón. En t. J. Mol. Ciencia. 16, 29923–29935 (2015).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Grégoire, MC et al. El “rompoma” de doble hebra del ADN de las espermátidas de ratón. Celúla. Mol. Ciencias de la vida. 75, 2859–2872 (2018).

Artículo PubMed CAS Google Scholar

Wright, C., Milne, S. y Leeson, H. Daño en el ADN del esperma causado por el estrés oxidativo: factores clínicos, de estilo de vida y nutricionales modificables en la infertilidad masculina. Reproducción. Biomédica. En línea 28, 684–703 (2014).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Alavattam, KG et al. Compartimentación atenuada de la cromatina en la meiosis y su maduración en el desarrollo de los espermatozoides. Nat. Estructura. Mol. Biol. 26, 175–184 (2019).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Patel, L. y col. La reorganización dinámica del genoma da forma al panorama de recombinación en la profase meiótica. Nat. Estructura. Mol. Biol. 26, 164-174 (2019).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kim, J. y col. Reconstrucción e historia evolutiva de los cromosomas euterianos. Proc. Acad. Nacional. Ciencia. Estados Unidos 114, E5379–E5388 (2017).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Li, X. y col. El tamaño de los cromosomas en especies eucariotas diploides se centra en la longitud promedio con un límite conservado. Mol. Biol. Evolución. 28, 1901-1911 (2011).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hammoud, SS y cols. Cromatina y transiciones de transcripción de células madre de la línea germinal adulta de mamíferos y espermatogénesis. Célula madre celular 15, 239–253 (2014).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Subramanian, VV & Hochwagen, A. La red de puntos de control meiótico: paso a paso a través de la profase meiótica. Puerto de primavera fría. Perspectiva. Biol. 6, a016675 (2014).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Zickler, D. & Kleckner, N. Recombinación, emparejamiento y sinapsis de homólogos durante la meiosis. Puerto de primavera fría. Perspectiva. Biol. 7, 1–28 (2015).

Artículo CAS Google Scholar

Xu, H., Beasley, MD, Warren, WD, van der Horst, GTJ y McKay, MJ La ausencia de cohesina REC8 de ratón promueve la sinapsis de las cromátidas hermanas en la meiosis. Desarrollo. Celda 8, 949–961 (2005).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Llano, E. et al. Los complejos de cohesina meióticos son esenciales para la formación del elemento axial en ratones. J. Biol celular. 197, 877–885 (2012).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zickler, D. y Kleckner, N. Cromosomas meióticos: integración de estructura y función. Año. Rev. Genet. 33, 603–754 (1999).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Ruiz-Herrera, A. et al. La recombinación se correlaciona con la longitud del complejo sinaptonémico y el tamaño del bucle de cromatina en los bóvidos: información sobre la organización cromosómica meiótica de los mamíferos. Cromosoma 126, 615–631 (2017).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Cavé, T., Desmarais, R., Lacombe-Burgoyne, C. & Boissonneault, G. Inestabilidad genética y remodelación de la cromatina en espermátidas. Genes 10, 40 (2019).

Artículo PubMed Central CAS Google Scholar

Kimoto, H. y col. Expresión específica de sexo y cepa y actividad vomeronasal de péptidos de la familia ESP de ratón. actual. Biol. 17, 1879–1884 (2007).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Iglesia, DM et al. Biología específica del linaje revelada por un ensamblaje genómico terminado del ratón. PLoS Biol. 7, e1000112 (2009).

Artículo PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

Laberge, RM & Boissonneault, G. Remodelación de cromatina en espermátidas: un paso sensible para la integridad genética del gameto masculino. Arco. Androl. 51, 125-133 (2005).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Lange, J. y col. El panorama de la formación, procesamiento y reparación de roturas meióticas de doble cadena en ratones. Celda 167, e16 (2016).

Artículo CAS Google Scholar

Ladrillo, K. et al. Amplias diferencias de sexo al inicio de la recombinación genética. Naturaleza 561, 338–342 (2018).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Carbone, L. y col. Los puntos de ruptura evolutivos en el gibón sugieren una asociación entre la metilación de la citosina y la evolución del cariotipo. PLoS Genet 5, e1000538 (2009).

Artículo MathSciNet PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

Sanders, JT y cols. Daño del ADN inducido por radiación y efectos de reparación en la organización del genoma 3D. Nat. Comunitario. 11, 6178 (2020).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Sobhy, H., Kumar, R., Lewerentz, J., Lizana, L. y Stenberg, P. Las regiones del genoma humano con alta interacción están enriquecidas con potenciadores y unidas por proteínas reparadoras del ADN. Ciencia. Rep. 9, 1-10 (2019).

Artículo ADS CAS Google Scholar

Cho, WK y cols. Los grupos de mediador y ARN polimerasa II se asocian en condensados ​​dependientes de la transcripción. Ciencia 361, 412–415 (2018).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Lazar, NH y cols. Mantenimiento epigenético de dominios topológicos en el genoma del gibón altamente reordenado. Genoma Res. 28, 983–997 (2018).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Li, J. y col. Un nuevo genoma de pato revela arquitecturas cromosómicas de aves y mamíferos conservadas y evolucionadas de manera convergente. Gigaciencia 10, 1-15 (2021).

ADS del artículo Google Scholar

Vara, C. & Ruiz-Herrera, A. Descomprimiendo la remodelación de la cromatina en células germinales: implicaciones para el desarrollo y la evolución. Tendencias Genet. 38, 422–425 (2022).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Tomaszkiewicz, M. et al. Una estrategia rentable y rentable para secuenciar cromosomas Y de mamíferos: una aplicación al ensamblaje de novo del gorila Y. Genome Res. 26, 530–540 (2016).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kumar, S., Stecher, G., Suleski, M. & Hedges, SB TimeTree: un recurso para líneas de tiempo, árboles de tiempo y divergencias. Veces 34, 1812–1819 (2017).

CAS Google Académico

Rambaut, A. FigTree, un visor gráfico de árboles filogenéticos (Universidad de Edimburgo, 2009).

Engelbrecht, A., Dobigny, G. y Robinson, TJ Más conocimientos sobre el cariotipo murino ancestral: la contribución de la comparación Otomys-Mus utilizando la pintura cromosómica. Citogenet. Genoma Res. 112, 126-130 (2006).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Romanenko, SA, Perelman, PL, Trifonov, VA y Graphodatsky, AS Evolución cromosómica en Rodentia. Herencia 108, 4-16 (2012).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Andrews, S. FastQC: una herramienta de control de calidad para datos de secuencia de alto rendimiento. Bioinformática de Babraham. http://www.bioinformatics.babraham.ac.uk/projects/fastqc/.

Bolger, AM, Lohse, M. & Usadel, B. Trimmomatic: un recortador flexible para datos de secuencia de Illumina. Bioinformática 30, 2114-2120 (2014).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Li, H. Alineación de lecturas de secuencias, secuencias de clones y contigs de ensamblaje con BWA-MEM. Preimpresión en https://arxiv.org/abs/1303.3997 (2013).

Zhang, Y. et al. Análisis basado en modelos de ChIP-Seq (MACS). Genoma Biol. 9, R137 (2008).

Artículo PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

El Consorcio del Proyecto ENCODE. Una enciclopedia integrada de elementos del ADN en el genoma humano. Naturaleza 489, 57–74 (2012).

Artículo ADS PubMed Central CAS Google Scholar

Robinson, J. Visor de genómica integrado. Nat. Biotecnología. 29, 24-26 (2011).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Ernst, J. & Kellis, M. Descubrimiento del estado de cromatina y anotación del genoma con ChromHMM. Nat. Protocolo. 12, 2478–2492 (2017).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Quinlan, AR & Hall, IM BEDTools: un conjunto flexible de utilidades para comparar características genómicas. Bioinformática 26, 841–842 (2010).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Serra, F. y col. El análisis automático y el modelado 3D de datos Hi-C utilizando TADbit revela características estructurales de los colores de la cromatina de las moscas. Computación PLoS. Biol. 13, e1005665 (2017).

Artículo PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

Wolff, J. y col. Galaxy HiCExplorer 3: un servidor web para Hi-C reproducible, captura de Hi-C y análisis, control de calidad y visualización de datos de Hi-C unicelulares. Ácidos nucleicos res. 48, W177–W184 (2020).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Pockrandt, C., Alzamel, M., Iliopoulos, CS y Reinert, K. GenMap: cálculo ultrarrápido de la mapeabilidad del genoma. Bioinformática 36, ​​3687–3692 (2020).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Mi, H. et al. PANTHER versión 16: una clasificación familiar revisada, una herramienta de clasificación basada en árboles, regiones potenciadoras y una API extensa. Ácidos nucleicos res. 49, D394–D403 (2021).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Huang, DW y cols. La herramienta de clasificación funcional de genes DAVID: un novedoso algoritmo centrado en módulos biológicos para analizar funcionalmente grandes listas de genes. Genoma Biol. 8, R183 (2007).

Artículo PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

McCarthy, DJ, Chen, Y. & Smyth, GK Análisis de expresión diferencial de experimentos multifactoriales de RNA-Seq con respecto a la variación biológica. Ácidos nucleicos res. 40, 4288–4297 (2012).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Gel, B. et al. RegioneR: un paquete R/Bioconductor para el análisis de asociación de regiones genómicas basado en pruebas de permutación. Bioinformática 32, 289–291 (2016).

CAS PubMed Google Académico

Reig-Viader, R., Garcia-Caldés, M. & Ruiz-Herrera, A. Telomere homeostasis in mammalian germ cells: en review. Chromosoma 125, 337-351 (2016).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Descargar referencias

Este trabajo contó con el apoyo del Ministerio de Economía, Industria y Competitividad (CGL2017-83802-P a AR-H.), el Ministerio de Ciencia e Innovación de España (PID2020-112557GB-I00 a AR-H. y RTI2018-094005-B -I00 a MB), la Agència de Gestió d'Ajuts Universitaris i de Recerca, AGAUR (SGR1215 a AR-H.) y el Leverhulme Trust (RPG-2019-414 194 a PJIE y MF). CV y LA-G. contaron con el apoyo de becas predoctorales FPI del Ministerio de Economía y Competitividad (BES-2015-072924 a CV y ​​PRE-2018-083257 a LA-G.). LM-G. fue apoyado por una beca predoctoral FPU del Ministerio de Ciencia, Innovación y Universidad (FPU18/03867 a LM-G.). Parte de los análisis se realizó utilizando los sistemas informáticos especializados de alto rendimiento proporcionados por los Servicios de Información de la Universidad de Kent.

These authors contributed equally: Lucía Álvarez-González, Frances Burden, Dadakhalandar Doddamani.

Departamento de Biología Celular, Fisiología e Inmunología, Universidad Autónoma de Barcelona, ​​Cerdanyola del Vallès, Spain

Lucía Álvarez-González, Cristina Marín-García, Laia Marín-Gual, Albert Gubern, Covadonga Vara, Andrés Paytuví-Gallart & Aurora Ruiz-Herrera

Genome Integrity and Instability Group, Instituto de Biotecnología y Biomedicina, Universidad Autónoma de Barcelona, ​​Cerdanyola del Vallès, Spain

Lucía Álvarez-González, Cristina Marín-García, Laia Marín-Gual, Covadonga Vara, Andrés Paytuví-Gallart & Aurora Ruiz-Herrera

Escuela de Biociencias, Universidad de Kent, Canterbury, Reino Unido

Frances Burden, Dadakhalandar Doddamani, Emma Leach, Peter JI Ellis y Marta Farré

Programa de Epigenética y Biología del Cáncer y Leucemia, Instituto de Investigación contra la Leucemia Josep Carreras (IJC), Campus ICO-GTP-UAB, Badalona, ​​España

Roberto Malinverni y Marcus Buschbeck

Sequence Biotech, Barcelona, ​​España

Andreu Paytuví-Gallart

Programa de Medicina Predictiva y Personalizada del Cáncer, Instituto de Investigación Germans Trias i Pujol (PMPPC-IGTP), Badalona, ​​España

Marco Buschbeck

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

PJIE, MF y AR-H. experimentos diseñados. LA-G., FB, DD, RM, EL, CM-G., LM-G., CV, AP-G., AG, PJIE, MF y AR-H. analizó los datos. MB, PJIE, MF y AR-H. reactivos y recursos aportados. LA-G., FB, DD, PJIE, MF y AR-H. Escribió el primer borrador del artículo con aportes de todos los autores. Todos los autores leyeron y aprobaron la versión final del artículo.

Correspondencia to Peter JI Ellis, Marta Farré oro Aurora Ruiz-Herrera.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Nature Communications agradece a los revisores anónimos por su contribución a la revisión por pares de este trabajo.

Nota del editor Springer Nature se mantiene neutral con respecto a reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

Acceso Abierto Este artículo está bajo una Licencia Internacional Creative Commons Attribution 4.0, que permite el uso, compartir, adaptación, distribución y reproducción en cualquier medio o formato, siempre y cuando se dé el crédito apropiado a los autores originales y a la fuente. proporcione un enlace a la licencia Creative Commons e indique si se realizaron cambios. Las imágenes u otro material de terceros en este artículo están incluidos en la licencia Creative Commons del artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito al material. Si el material no está incluido en la licencia Creative Commons del artículo y su uso previsto no está permitido por la normativa legal o excede el uso permitido, deberá obtener permiso directamente del titular de los derechos de autor. Para ver una copia de esta licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Reimpresiones y permisos

Álvarez-González, L., Burden, F., Doddamani, D. et al. La remodelación de la cromatina 3D en la línea germinal modula la plasticidad evolutiva del genoma. Nat Comuna 13, 2608 (2022). https://doi.org/10.1038/s41467-022-30296-6

Descargar cita

Recibido: 22 de noviembre de 2021

Aceptado: 21 de abril de 2022

Publicado: 11 de mayo de 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-022-30296-6

Cualquier persona con la que compartas el siguiente enlace podrá leer este contenido:

Lo sentimos, actualmente no hay un enlace para compartir disponible para este artículo.

Proporcionado por la iniciativa de intercambio de contenidos Springer Nature SharedIt

Al enviar un comentario, acepta cumplir con nuestros Términos y pautas de la comunidad. Si encuentra algo abusivo o que no cumple con nuestros términos o pautas, márquelo como inapropiado.